Quitosano de pupas de la mosca soldado negra (Hermetia illucens) aumenta los osteoblastos y disminuye los osteoclastos después de la extracción dental: estudio in vivo

Autores/as

Palabras clave:

Bone remodeling, Chitosan, Diptera, Pupa, Osteoblasts, Osteoclasts

Resumen

Introducción: La extracción dental puede causar lesiones en el proceso alveolar, formando un alvéolo abierto. La pupa de la mosca soldado negra (BSF) contiene un 35 % de quitina, que puede transformarse en quitosano mediante su desacetilación. El quitosano presenta alta osteoinducción, es de fácil aplicación y presenta buena biodegradabilidad, para la regeneración ósea. Objetivo: Evaluar la expresión de osteoblastos y osteoclastos tras la extracción dental y la aplicación de gel de quitosano de pupa de BSF.
Material y Métodos: El quitosano de la pupa de BSF se formuló en un gel. Se anestesiaron 18 ejemplares de Cavia cobaya mediante inyección intramuscular en la parte superior del muslo, utilizando una combinación de ketamina (50 mg/kg de peso corporal) y xilazina (5 mg/kg de peso corporal). Se dividieron en un grupo control (n = 9), al que no se le administró gel de quitosano BSF en el alvéolo posterior a la extracción dental, y un grupo de tratamiento (n = 9), al que se le administró gel de pupa de quitosano BSF (0,3 ml) en el alvéolo posterior a la extracción dental. Las muestras se decapitaron los días 7, -14 y -21 para observar la expresión del número de osteoblastos y osteoclastos. Los datos se analizaron mediante ANOVA unidireccional.
Resultados: Se observó un aumento en el número de osteoblastos en el grupo de tratamiento el día 7 (52,20 ± 1,90); el día 14 (91,53 ± 1,00); Día 21 (104,13 ± 5,33) del grupo control, día 7 (39,80 ± 5,43); día 14 (61,13 ± 1,10); día 21 (82,60 ± 2,11). Se observó una disminución en el número de osteoclastos en el grupo de tratamiento en los días 7 (4,86 ± 1,51); día 14 (9 ± 0,34); día 21 (2,66 ± 0,11); del grupo control, día 7 (9,83 ± 0,35); día 14 (12,80 ± 0,72); día 21 (2,46 ± 0,11) (p= 0,00, prueba ANOVA unidireccional).
Conclusiones: La aplicación de quitosano derivado de la pupa de BSF tiene el potencial de acelerar la formación ósea al aumentar el número de osteoblastos y reducir el número de osteoclastos después de la extracción dental, lo que sugiere su papel beneficioso en la regeneración ósea.

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Citas

Kim YK, Ku JK. Extraction socket preservation. J Korean Assoc Oral Maxillofac Surg. 2020; 46(6):435-439. https://doi:10.5125/jkao-ms.20-20.46.6.435. PMID: 33377470; PMCID: PMC7783174.

Istikharoh F, Wardani SC, Pratiwi AR. Demineralized Freeze-Dried Bovine Bone Xenograft Enhance Osteoblast Viability and Proliferation For Jaw Regeneration Materials. J Dento maxi- llofac Sci. 2023;(8): 2: 105-109.

Kumar P, Vinitha B, Fathima G. Bone grafts in dentistry. J Pharm Bioallied Sci. 2013;5(Suppl 1):S125-7. https://doi:10.4103/0975-7406.113312. PMID: 23946565; PMCID: PMC3722694.

Al Namnam NM, Nagi S. Recent advances in bone graft substitute for oral and maxillofacial applications: a review. Int J Biosci. 2019(15);4:70-94. https://doi.org/10.12692/ijb/15.4.70-94

Bariyah N, Pascawinata A, Firdaus. Gambaran Karakteristik Scaffold Hidroksiapatit Gigi Manusia Dengan Metode Planetary Ball Mill Menggunakan Uji Scanning Electron Microscope (SEM). Jurnal B-Dent. 2016 (3); 2:131-138.

Gual-Vaqués P, Polis-Yanes C, Estrugo-Devesa A, Ayuso-Montero R, Mari-Roig A, López-López J. Autogenous teeth used for bone grafting: A systematic review. Med Oral Patol Oral Cir Bucal. 2018;23(1):e112-e119. https://doi.org/0.4317/medoral.22197. PMID:29274156; PMCID: PMC 5822533.

Ho MH, Yao CJ, Liao MH, Lin PI, Liu SH, Chen RM. Chitosan nanofiber scaffold improves bo-ne healing via stimulating trabecular bone production due to upregulation of the Runx2/osteocalcin/alkaline phosphatase signaling pathway. Int J Nanomedicine. 2015;10:5941-54. https://doi.org/10.2147/IJN.S90669. PMID: 2645 1104; PMCID: PMC4590342.

Soeroso Y, Bachtiar BM, Bachtiar E, Sulijaya B. The Prospect of Chitosan on The Osteogenesis of Periodontal Ligament Stem Cells. Journal of International Dental and Medical Research. 2016(9); 2:93-97.

M Ways TM, Lau WM, Khutoryanskiy VV. Chi-tosan and Its Derivatives for Application in Mu-coadhesive Drug Delivery Systems. Polymers (Basel). 2018;10(3):267. https://doi.org/10.3390/polym10030267. PMID: 30966302; PMCID: PMC64 14903.

Das P, Sahoo S, Majhi S, Kerry RG, Jena AB. SARS-CoV-2 Shielding Effect of Chitosan Derivatives: An in-silico Prospective. Preprint. 2022: 1-27.

Liu F, Li HY, Wang Z, Zhang HN, Wang YZ, Xu H. Carboxymethyl chitosan reduces inflammation and promotes osteogenesis in a rabbit knee re-placement model. BMC Musculoskelet Disord. 2020;21(1):775. https://doi.org/10.1186/s12891-020-03803-3. PMID: 33234136; PMCID:PMC768497 8.

Dewi RK, Oktawati S, Gani A, Suhartono E, Hamrun N, Qomariyah L. Potention Black Soldier Fly's (Hermetia illucens) Live for Wound Healing and Bone Remodeling: A Systematic Review. Azerbaijan. 2023(63); 6: 9815-9833.

Gonzalez AC, Costa TF, Andrade ZA, Medrado AR. Wound healing - A literature review. An Bras Dermatol. 2016;91(5):614-620. https://doi.10.1590/abd1806-4841.20164741. PMID: 278286 35; PMCID: PMC5087220.

Tian Y, Wu D, Wu D, Cui Y, Ren G, Wang Y, Wang J, Peng C. Chitosan-Based Biomaterial Scaffolds for the Repair of Infected Bone Defects. Front Bioeng Biotechnol. 2022;10:899760. https://doi. org/10.3389/fbioe.2022.899760. PMID: 356008 91; PMCID: PMC9114740.

de Jesus G, Marques L, Vale N, Mendes RA. The Effects of Chitosan on the Healing Process of Oral Mucosa: An Observational Cohort Feasi-bility Split-Mouth Study. Nanomaterials. 2023; 13(4):706. https://doi.org/10.3390/nano13040 7 06. PMID: 36839074; PMCID: PMC9963900.

Chairani S, Utami S, Suniarti DF. Effect Of Chitosan On Protein Content In The Medium Culture Of Osteoblasts Exposed To Oxidative Stress (Efek Kitosan Terhadap Kandungan Pro-tein Dalam Kultur Medium Osteoblas Yang Dipapar Dengan Stres Oksidatif). Dentika Dental Journal. 2011(16); 1: 53-56.

Sukul M, Sahariah P, Lauzon HL, Borges J, Másson M, Mano JF, Haugen HJ, Reseland JE. In vitro biological response of human osteo-blasts in 3D chitosan sponges with controlled degree of deacetylation and molecular weight. Carbohydr Polym. 2021;254:117434. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2020.117434. Epub 2020 Nov 22. PMID: 33357907.

Chaesarina G, Hasan M, Narwanto MI. The Effect of White Shrimp (Penaeus merguiensis) Shells Chitosan on the Total Osteoblast of Femoral Female Wistar Rats after Ovariectomy. e-Jurnal Pustaka Kesehatan. 2015 (3); 3: 357-379.

Ueno H, Mori T, Fujinaga T. Topical formulations and wound healing applications of chitosan. Adv Drug Deliv Rev. 2001;52(2):105-15. https://doi.org/10.1016/s0169-409x(01)00189-2. PMID: 11718934.

Publicado

2025-12-31

Cómo citar

1.
Kumala Dewi R, Oktawati S, Gani A, Suhartono E, Hamrun N, Maula N. Quitosano de pupas de la mosca soldado negra (Hermetia illucens) aumenta los osteoblastos y disminuye los osteoclastos después de la extracción dental: estudio in vivo. J Oral Res [Internet]. 31 de diciembre de 2025 [citado 25 de abril de 2026];14(1):445-57. Disponible en: https://revistas.udec.cl/index.php/journal_of_oral_research/article/view/23436

Número

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